磷脂双分子层

磷脂双分子层由具有“两性”（双亲性、双极性）的磷脂组成。磷脂分子具有亲水性的磷酸酯头部和由两个链状脂肪酸组成的疏水性尾部。头部具有某些特定基团的磷脂可以改变双分子层表面的化学性质，并且具有特殊功能——例如信息传递或固定细胞膜中的其他分子[3]。与头部类似，尾部的脂肪酸也能影响膜的性质，例如影响双分子层的物相。双分子层在较低温度下为固体凝胶状态，而在温度升高后会变为液态。脂肪酸的化学性质影响该相变发生的温度。脂质之间排列的紧密程度也影响其机械性能，例如抗拉伸性和弯曲性。现在已经能通过在实验室中人工制造磷脂双分子层模型来研究这些性质。由双分子层构成的囊泡也已在临床上用于传送药物分子。

磷脂置于水中时，会自动形成双分子层结构，疏水性烃基尾部位于内侧，因此双分子层“脂双层”由两个相对的“脂单层”组成。双分子层的中间几乎没有水，也不含溶于水中的糖类或离子。双分子层的形成由疏水效应驱动——疏水溶质进入水中会阻碍水分子间的相互作用，而疏水分子聚集后，水分子彼此能更自由地结合，自由、无序的水分子增加，进而系统的熵增加。这一复杂的过程主要涉及非共价作用力，例如范德华力和氢键。

磷脂双分子层的横截面示意图。有三个不同的区域：完全水合的头部基团、完全疏水的烃基和部分水合的短中间区域。头部基团虽然是中性的，但它们具有较强的的偶极矩，能够影响分子排列。[4]

截面

与其面积大小相比，磷脂双分子层非常薄。 如果一个典型的哺乳动物细胞（直径约10微米）被放大到西瓜的大小（约30厘米），则构成细胞膜的磷脂双分子层的厚度将仅仅与一张办公用纸相近。 尽管只有几纳米厚，但磷脂双分子层的横截面由几个不同的化学区域组成。在过去的几十年中，这些区域及其与周围水分子的不同相互作用已经通过X射线反射法[5]、中子散射法[6]和核磁共振法分辨被研究。

双分子层两侧的第一个区域是亲水性头部。该部分完全水合，通常约0.8-0.9nm厚。磷酸基团位于该水合区域内，在疏水性核心向外约0.5nm[7]。在某些情况下，水合区域可以进一步延伸，例如，磷酸酯头部附有大分子蛋白质或长链糖类时。一个常见的例子是细菌外层膜（outer membrane，在细胞膜之外）上的脂多糖层[8]，有助于在细菌周围保留水层以防止脱水。

由透射电子显微镜拍摄的枯草杆菌。外部毛茸茸的外观是由于附着在细胞膜上的长链糖层，能捕获水分，防止细菌脱水。

水合区域内侧是仅部分水合的中间区域。该边界层的厚度约为0.3nm。在这个较短的距离内，水的浓度从水合侧的2M下降到疏水侧的几乎为零[9][10]。中央疏水层通常为3-4nm厚，也会因链长和化学性质而有所变化[11]。疏水层厚度同时会随温度而显著变化，尤其是在相变温度附近[12]。

物相和相变

上图显示带有不饱和键对双分子层的影响。具有不饱和烃基尾部（蓝色）的脂质破坏仅具有饱和尾部（黑色）的脂质的紧密排列，得到的双分子层具有更多的自由空间，因此对水和其他小分子渗透性更强。

在给定温度下，脂质双层可以以液体或凝胶（固体）相存在。所有脂质都具有一特征温度，在该温度下它们从凝胶相转变为液相。在这两个相中，脂质分子都难以在兩個单层间相互转移，但是在液相双层中，特定的脂质将与同一单层内其它脂质分子交换位置，频率会高达每秒数百万次。这种随机的交换会使脂质扩散并因此在膜表面上转移[23]。与液相不同，凝胶相中的脂质具有较低的迁移率。

脂质双分子层的状态主要由相邻脂质分子之间吸引的范德华力的强度决定。较长的烃基具有更多的相互作用区域，相互作用更强，则脂质的流动性更低。因此，在一定温度下，短尾脂质将比其他条件相同的长尾脂质流动性更强[11]。相变温度也受烃基不饱和度的影响。不饱和的双键可在烷烃之间产生扭结的链，破坏脂质分子的紧密排列，产生额外的空间，增加相邻分子间的灵活性[11]。这种效应在日常生活中的一个例子是，含有大量饱和脂肪的黄油在室温下是固体，而主要是不饱和的植物油是液体。

大多数天然的生物膜是不同种类脂质分子的复杂混合物。如果某些组分在给定温度下是液体，而其他一些组分处于凝胶相，则这两个相可以各自处于分离区域中，彼此共存——有些像漂浮在海洋中的冰山。这在生理过程中发挥着关键作用，因为蛋白质等膜组分可以单独处于一个或另一个相[24]，从而局部浓缩或活化。许多混合相生物膜的一个特别重要的组分是胆固醇，其能调节双分子层的渗透性、机械强度和生化反应。

通过荧光显微镜观察的人类红细胞。细胞膜已被荧光染料染色。比例尺为20μm。

囊泡的透射电子显微镜（TEM）图像。边缘的两条暗带是两个脂单层。类似的图像曾经证实了细胞膜具有双层脂质结构。

磷脂双分子层是一种非常难以研究的结构，因为它非常薄且易碎。尽管存在这些限制，在过去几十年中已经开发了许多技术以对其结构和功能进行研究。

电测量是一个简单电测量是研究磷脂双分子层一个重要功能的直接方式——分隔并阻止溶液中的离子自由流动。通过在双分子层上施加电压并测量所得电流，可以得到双层的电阻。这种电阻通常非常高(10⁸ Ω/cm² 或更多) [35]，因为疏水核心对带电的离子是不可渗透的。即使是几纳米大小的孔也会导致电流急剧增加[36]。这种测量方法的灵敏度较高，甚至可以分辨出单个离子通道的活动[37]。

电测量不能提供像显微镜成像那样的实际图像。因为太薄，传统显微镜无法观察到双分子层。为了对其进行观察，研究人员经常使用荧光显微镜，用特定波长的光照射样品，并观察样品发出的更长波长的光。自然状态下磷脂双分子层没有荧光性，须用能附着在双分子层中分子上的荧光染料。荧光显微镜的分辨率通常限于几百纳米，比典型的细胞小得多，但仍远大于脂质双层的厚度。

3D化的原子力显微镜（AFM）图像，显示支撑磷脂双层中形成的跨膜孔洞[38]。

支撑磷脂双层的AFM图像。凹坑是双层中的缺陷，暴露出衬底的光滑表面。

电子显微镜能提供更高分辨率的图像。在电子显微镜中，电子束“照射”样品，而不是传统显微镜中的光束，因而有更高的分辨率。结合快速冷冻技术，电子显微镜也被用于研究细胞间和细胞内物质运输的机制，例如证明突触中神经递质释放的方式是胞吐。[39]

³¹P-NMR（核磁共振）谱也被广泛用于自然条件下磷脂双分子层和生物膜的研究。[40]对³¹P-NMR谱的分析可以提供关于磷脂双分子层的很多信息，包括分子组成、相变（凝胶相、液晶相、波纹相，非双层相）、头部基团的结构取向，以及弹性（弹性既来源于双分子层本身，也依靠附着其上的蛋白质或其他分子）。

一种研究磷脂双分子层的新方法是原子力显微镜（AFM）。AFM不使用光束或粒子束，而是用一个非常小的探针尖端与样品物理接触并在其上移动来扫描表面（类似于唱片机针）。AFM是一种很有前途的技术，因为其有可能在室温下甚至在水或缓冲溶液（自然条件下双分子层正常工作所需的条件）条件下以纳米级分辨率成像。利用这种功能，AFM已被用于检查动态双层行为，包括跨膜孔洞的形成[38]和支撑磷脂双层的相变[41]。另一个优点是，由于探针尖端与样品直接机械相互作用，AFM不需要荧光染料或同位素标记。因此，可以同时对脂质和相关蛋白质进行成像，甚至能达到单分子分辨率[42]。AFM还可以探测脂双层膜的机械性质[43]。

磷脂双分子层表现出高水平的双折射，其中水平方向与垂直方向上的折射率差达到0.1。这已被用于使用双极化干涉测量法来研究磷脂双分子层的有序或无序程度，并理解蛋白质的作用机制。

磷脂双分子层是具有许多自由度的复杂分子系统。因此，对其从分子上进行模拟，特别是对其性质从头计算将是十分困难的并且成本昂贵。最近，已经成功进行估计双分子层偶极和四极矩的量子计算[44]。

示意图显示了孔隙边缘脂质的两种可能构象。在顶部图像中，脂质没有重排，因此孔壁是疏水的；在底部图像中，一些脂质已经倾斜，因此孔壁是亲水的。

磷脂双分子层有足够大的结构，具有液体或固体的一些机械性质。可以用面积拉伸模量K_a、弯曲模量K_b、临界能量${\displaystyle \Lambda }$来描述其力学性质。固相的磷脂双分子层也具有剪切模量，而液相时其剪切模量为零。这些机械性能影响膜的功能。例如，K_a和K_b影响蛋白质和小分子插入双分子层的能力[59][60]。此外，机械性能也已被证明可以改变离子通道的功能[61]。机械性能也决定了细胞在没有撕裂的情况下可以承受的应力。尽管磷脂双分子层很容易弯曲，但大多数不能拉伸超过百分之几，否则会撕裂[62]。

正如在组成与结构部分中所讨论的，烃基尾部在水中的疏水性吸引力是将脂质双层保持在一起的主要力。因此，双分子层的弹性模量主要取决于当双分子层被拉伸时，有多少区域暴露于水中[63]。因此就不难理解K_a随渗透压变化较大[64]，而与烃基长度或不饱和度关系较小[11]的实验结果。因为所涉及的力很小，难以通过实验确定K_a。大多数实验需要复杂的显微镜和非常灵敏的测量设备[43][65]。

拉伸模量 K_a 衡量拉伸双分子层所需的能量，而弯曲模量K_b衡量弯曲双分子层所需的能量。弯曲模量衡量使膜从其固有曲率变形到另一曲率所需的能量。固有曲率由构成双分子层分子头部基团的直径与尾部基团的直径的比例决定——对于头部基团为磷脂酰胆碱，有两个烃基的磷脂分子，该比值接近1，因此固有曲率几乎为零（层状结构）。如果一种脂质的固有曲率与零相差较大，则该种脂质难以形成层状结构，而是形成其他相，例如胶束或反胶束。在富含半乳糖脂的类囊体薄膜中添加较小的亲水性分子（如蔗糖），会打破双分子层的稳定性，变为胶束相[66]。一般情况下 K_b 并非由实验测定，而是由 K_a 和双分子层厚度计算得到。

${\displaystyle \Lambda }$衡量破坏双层，使之形成孔洞或暴露的边缘所需的能量。形成孔洞或边缘会使部分脂质暴露于水中，更不稳定，因而这一过程需要消耗能量。然而，边缘处脂质的确切方向是未知的，如图所示。有证据表明，疏水性和亲水性孔隙（见图）可以共存[67]。

囊泡融合可能的两种结果：半融合和全融合。半融合时只有外侧的脂单层混合，而全融合时，整个双分子层融合，其内容物都混合在一起。

融合是两个磷脂双分子层合并，形成连接结构的过程。两个脂单层都合并为全融合。如果原本双分子层形成了囊泡，则其包含的溶液也会混合；只有一个脂单层融合则称为半融合。许多生理过程都依赖双分子层的融合，特别是在真核生物中，因为真核细胞包含多种膜结构。胞吐、精卵结合或溶酶体的消化作用依靠双分子层的融合。甚至部分病原体侵入细胞也依靠融合，例如许多包膜病毒。

融合过程有四个基本步骤[68]。首先，两个双分子层必须彼此接近，到距离仅为几纳米。之后，将要融合的部位更加紧密地接触（距离在几埃之内）。为了实现这种紧密接触，两个表面必须至少部分脱水，因为表面结合的水导致双层之间强烈排斥。离子，尤其是二价阳离子（如Mg²⁺和Ca²⁺）对该过程有较大影响[69][70]。钙离子在生物体内的关键作用之一就是调节膜融合。第三，两个双分子层之间的某一点形成不稳定，局部扭曲的结构。这种扭曲结构的具体性质尚不明确。一种理论认为双分子层中必须形成高度弯曲的通道才能融合[71]。该理论的支持者认为，这种理论能解释磷脂酰乙醇胺（一种高度弯曲的脂质）能促进融合的原因[72]。最后，融合的区域不断扩大，最终完成融合。

通过形成通道来实现融合的过程示意图。

上图展示 SNARE 蛋白在胞吐中定位囊泡的作用。囊泡和靶向细胞膜上的蛋白质结合并互相缠绕，并两个双分子层拉近，起到定位效果[73]。

真实生物体内磷脂双分子层的融合更加复杂，因为生物膜融合几乎都受到相关蛋白质的调节。例如病毒融合蛋白，其允许包膜病毒（由磷脂双分子层包围的病毒；一般病毒仅具有蛋白质外壳）将其衣壳和基因组插入宿主细胞中。真核细胞也具有融合蛋白，其中包括目前已被深入研究的SNARE蛋白。SNARE蛋白用于调节囊泡在细胞内的运输。尽管经过多年的研究，关于这类蛋白质的功能还有很多未知之初。即使是SNARE蛋白，对于其发挥作用的阶段是两层膜的早期对接，还是随后的半融合阶段依然存在争议[74]。

在分子和细胞生物学的研究中，通常需要人工诱导膜融合。其中一种方法是加入聚乙二醇（PEG）诱导融合。这种方法被广泛使用，例如用于将B淋巴细胞与骨髓瘤细胞融合[75]，形成具有B细胞合成抗体功能，又具有肿瘤细胞无限增殖特性的杂交瘤细胞；此外，用电激法也可以诱导融合。这种方法的原理就是上文提到的电穿孔现象。电穿孔会在双分子层上形成有活性边缘的孔洞，可以在两个双层之间形成通道[76]。

天然生物膜难以分离与纯化，因此实验中常使用人造的磷脂双分子层。此外，人造双分子层还被用于合成生物学，作为人造细胞的膜。人造双分子层分为很多种，有的由人工合成，也有的由天然脂质制成。在实验中它们各有优点和缺点。最常见的人造双分子层系统包括：

• 支撑磷脂双层（SLB）
• 锚定磷脂双层（t-BLM）
• 囊泡
• 液滴界面双层（DIBs）

迄今为止，磷脂双分子层最成功的应用是将脂质体（脂质体实质上与 囊泡同义，但脂质体仅指人工而非天然囊泡）用于药物传递，尤其是用于癌症治疗。脂质体用于传递药物的基本操作是将药物（通常为溶液）包裹于脂质体内，然后注射到患者体内。这些装载药物的脂质体能在体内运输而保持稳定，直到与靶向位点结合并释放药物。理论上，脂质体能成为理想的药物传递载体，因其可以分离几乎任何亲水性药物，且可以连接其他分子（如糖蛋白）以靶向特定组织或细胞，此外，生物体具有降解脂质的能力，因此脂质体是相对无毒的。[77]

最初的用于药物传递的脂质体仅由简单的脂质组成，具有若干局限性——由于被肾脏清除或被免疫细胞吞噬，能够在血流中循环的脂质体非常有限。通过调节脂质组成来改变脂质体的流动性、表面电荷密度和表面水合性质能使其从血清中吸附较少的蛋白质，因此不易被免疫系统识别[78]。该领域最重要的进展是将聚乙二醇（PEG）接到脂质体表面，以产生“隐形”脂质体，其长时间循环而没有被免疫系统或肾脏清除[79]。

“隐形”脂质体的最初应用是靶向肿瘤组织。因为肿瘤诱导快速和不受控制的血管生成，所以其使得脂质体以比正常组织高得多的速率离开血流[80]。目前已进行将抗体或其它分子标记到脂质体表面，使其与特定的细胞或组织结合的研究[81]，一些实例已经进入临床实验阶段[82]。

磷脂双分子层的另一个潜在应用是生物传感器领域。磷脂双分子层依靠其上的其他分子承担许多信号转导功能。多年来，研究人员一直试图利用这种潜力开发出一种能用于例如临床诊断或生物恐怖主义检测等情况的设备。该领域目前进展缓慢，尽管已有少数公司已开发出基于双分子层的自动检测系统，但这些设备的受众仍然局限于研究领域，而非日常生活。其中包括 Biacore（现为GE Healthcare Life Sciences），该公司提供一种一次性芯片，能够用于结合动力学研究中[83]；此外，Nanion Inc. 开发了一种自动膜片钳系统[84]。 其他更奇特的应用也在试验中，例如使用磷脂双分子层孔用于DNA测序。迄今为止，该技术尚未证明具有商业可行性。

用支撑磷脂双层（SLB）测量药物渗透性的方法——平行人工膜渗透模型（PAMPA）技术也已经获得了商业应用。该技术使用一种混合脂质构成的膜来测量药物渗透性。通过调整不同的脂质组成，PAMPA技术可以实现多个模型，包括Caco-2细胞模型[85][86]、胃肠道模型[87]、血脑屏障模型[88]和皮肤模型[89]。

在二十世纪初，科学家开始相信细胞周围存在薄的油性屏障[90]， 但对这种膜的结构性质尚不清楚。1925年的两次实验奠定了对这一“屏障”研究的基础：通过测量红细胞溶液的电容，雨果·弗里克（Hugo Fricke）确定细胞周围膜的厚度约为3.3纳米[91]。

尽管该实验的结果是准确的，但弗里克认为细胞膜是单个分子层。莱顿大学的两名荷兰科学家高特（E. Gorter, 1881–1954）[92]和格兰戴尔（F. Grendel）从另一个角度解决了这一问题：他们提取红细胞中的脂质（红细胞没有细胞器，因此所有脂质都来自于细胞膜），并形成Langmuir-Blodgett膜（单分子厚度）。数据表明该单分子膜的表面积与细胞膜面积的比例为2:1[93]。 后来的研究表明，这个实验实际上有一些错误，实验基于的假设也不尽正确。但是，也许是偶然的原因，这些错误没有在实验结果中显现出来，而从这个实际上有缺陷的数据中，Gorter和Grendel得出了正确的结论——细胞膜是双层膜[68]。

这一理论直到20世纪50年代后期才通过电子显微镜观察得到了证实，研究者罗伯特森（J.D.Robertson）没有发表这一世界上首次对磷脂双分子层的电子显微镜研究[94]。电子显微镜图片中的细胞膜出现暗-亮-暗结构（见“研究方法”部分中囊泡的图片），罗伯特森认为，两个较暗的电子密集带是两个相对的脂单层的头部基团和蛋白质[95][96]。这一理论被称为单位膜模型，是第一个试图统一细胞膜和其它生物膜结构的理论。

大约在同一时间，人造双分子层的发展证实完全由脂质构成的双分子层也是一种稳定的结构，可以独立于蛋白质而存在。Paul Mueller 和 Donald O. Rudin 通过在疏水性材料上做出小孔，之后向小孔注射磷脂在有机溶剂中的溶液，制作出了人造双分子层。实验表明，该人造双分子层表现出横向流动性。高电阻和对穿刺的自我修复能力[97]，而这些同时也是天然生物膜的性质。数年后，亚力克·邦汉姆（Alec Bangham）发现，脂质体（空心球状的磷脂双分子层）可以简单地通过将干燥的脂质置于于水中而形成[98]。这是一个重要的发现，因为其证明磷脂双分子层可以通过自组装自发形成，而不需要经由外部力量有意识的组装而成。这一过程可能与最初生命的形成有关。

维基共享资源中相关的多媒体资源：磷脂双分子层

• Avanti Lipids（页面存档备份，存于） 最大的脂质供应商之一，可以获取关于脂质性质以及磷脂双分子层制备技术的技术信息。
• LIPIDAT 关于脂质物理性质的数据库
• Structure of Fluid Lipid Bilayers 与磷脂双分子层的横截面结构相关的模拟程序和出版物的链接。
• Lipid Bilayers and the Gramicidin Channel（需要Java插件）用图像和视频显示双分子层的分子动力学模拟结果。
• Structure of Fluid Lipid Bilayers （来自加州大学欧文分校的斯蒂芬怀特实验室）
• Animations of lipid bilayer dynamics （需要Flash插件）